查看“︁电泳染色方法”︁的源代码

=蛋白质电泳染色=
==银染法==
===原理===
碱性环境下,甲醛等还原剂将蛋白质上结合的银离子还原为单质银颗粒，从而显现出棕黑色。不过确切原理还不是很清楚。
===试剂===
*乙醇、冰醋酸：固定剂,稳定凝胶中的蛋白质并去除杂质。
*乙酸钠、硫代硫酸钠：致敏剂，使得银离子更容易结合在凝胶上。
*硝酸银溶液：提供银离子。
*甲醛溶液、碳酸钠：显色剂，碳酸钠提供碱性环境，甲醛还原银离子。
*EDTA、甘氨酸溶液：终止液：终止显色反应。
===实验步骤===
*固定‌：使用含有乙醇和冰醋酸的固定液处理凝胶。
*致敏‌：加入乙酸钠和硫代硫酸钠。
*洗涤‌：使用纯水洗涤凝胶，去除多余的试剂。
*染色‌：将凝胶浸泡在含有硝酸银和甲醛的显色剂中进行反应。
*显色‌：显色剂使银离子还原成金属银，形成可见的染色效果，应当为棕黑色条带。
*终止‌：使用终止液停止显色反应，并固定染色结果。
===特点===
*灵敏度极高，可以检出低丰度（<1ng）蛋白质。
*染色结果和蛋白质氨基酸组成有关，不含或者很少含半胱氨酸残基的蛋白质有时候呈负染。
*染色强度与蛋白质浓度并非完全线性关系，蛋白质定量受到一定限制。
*对实验操作要求较高，试剂刺激性强。
*可能干扰后续质谱
==考马斯亮蓝染色法==
===原理===
考马斯亮蓝R-250分子中的芳香环可以通过范德华力与疏水氨基酸残基结合，而磺酸基则通过静电作用与带正电的氨基酸残基结合。游离状态下呈红色而与蛋白质结合后呈蓝色。
[[文件:考马斯亮蓝R-250和考马斯亮蓝G-250的分子结构.jpg|缩略图|考马斯亮蓝R-250和考马斯亮蓝G-250的分子结构]]
===试剂===
*50%甲醇+10%冰醋酸：固定剂，固定蛋白质，去除SDS和盐。
*0.1%考马斯亮蓝R-250+50%甲醇+10%冰醋酸：染色剂，显色。
*40%甲醇+10%冰醋酸：脱色剂，去除未结合染料，降低背景噪声。
*1%乙酸：保存剂，防止凝胶干燥和条带褪色。
===实验步骤===
*固定：将凝胶浸泡于固定液中，室温摇动30分钟至过夜。
*染色：倒弃固定液，加入染色液（液面需完全覆盖凝胶），室温摇床震荡染色12小时（或微波加热至95℃加速至20分钟，避免沸腾）。
*脱色：弃染色液，加入脱色液震荡脱色；每30分钟更换脱色液，直至背景透明（通常需3~4次）；若需低背景，可用纯水脱色过夜。
*保存：将凝胶浸泡于1%乙酸中，4℃可保存1周。
===特点===
*相对灵敏，0.2μg-0.5μg/条带。
*成本低。
*永久性染色，不能继续进行印记分析。

==荧光染色==
===原理===
荧光染料（如SYPRO Ruby、Deep Purple）通过疏水作用结合蛋白质，紫外激发下发光。
===试剂（以SYPRO Ruby为例）===
*SYPRO Ruby：染色剂，最大激发光波长300/420nm，最大发射光波长618nm。
*40%甲醇+10%乙酸：固定剂，作用同上。
*2%乙酸水溶液（或蒸馏水）：脱色剂，用于去除未结合的染料。
*2%甘油溶液：保存剂，用于长期保存凝胶（可维持6个月荧光信号稳定）。
===实验步骤===
*固定：将电泳后的凝胶转移至塑料容器中，加入足量固定液（覆盖凝胶体积5-10倍），室温摇动30分钟。
*染色：倒掉固定液，加入SYPRO Ruby染色液（覆盖凝胶），避光条件下室温摇动染色90分钟至过夜。
*脱色：倒掉染色液，加入2%乙酸或蒸馏水（覆盖凝胶），室温摇动洗涤30-60分钟。 
*成像：使用荧光扫描仪或蓝光/紫外透射仪照射凝胶。
*保存：
**短期：将凝胶浸泡于2%甘油中避光保存（室温或4℃）。
**长期：用湿玻璃纸包裹凝胶，空气干燥后永久保存。
===特点===
*灵敏度1-2ng。
*染色和保存全程需避光，防止荧光猝灭。
*染色不影响后续质谱分析，无需额外脱色步骤。
==负染法==
===原理===
通过金属离子（如铜、锌）选择性沉淀在凝胶背景上，使未被染色的蛋白质条带呈现透明区域。
===试剂（以咪唑锌法为例）===
*40%甲醇+10%乙酸：固定剂，作用同上。
*0.2 mol/L咪唑+0.1% SDS、0.2 mol/L硫酸锌：染色剂，形成咪唑锌沉淀。
*去离子水或0.1%乙酸：洗涤剂，去除多余金属离子。
===实验步骤===
*固定：将凝胶浸入固定液中室温摇动30分钟。
*洗涤：倒掉固定液，加入去离子水覆盖凝胶，摇动洗涤2次，每次15分钟以洗去残留的固定液。
*预处理：加入咪唑-SDS溶液（体积为凝胶2倍），摇床孵育15分钟。
*染色：快速倒掉咪唑-SDS液，立即加入0.2 M硫酸锌溶液，剧烈摇动30-60秒。
*终止：倒掉硫酸锌溶液，用去离子水冲洗凝胶2次（每次1分钟）。
*成像：使用白光透射仪观察，或拍照时在凝胶下方放置黑色背景板增强对比度。
*保存：浸入水中避光保存。
===特点===
*速度快，全程仅需45-60分钟。
*可用于Western Blot前验证转膜效率。
*蛋白质可回收，不影响后续质谱分析。
*单独使用检测限1-10 ng，低于荧光染色和银染法，但是高于考马斯亮蓝染色。
*对实验操作要求高，pH和离子浓度要求苛刻，重复性差。
==丽春红染色==
===原理===
丽春红是酸性染料，可以与带正电的氨基酸残基结合，也可以通过疏水相互作用与蛋白质的非极性区域结合。
===试剂===
*5%三氯乙酸：固定剂，作用同上。
*丽春红S：染色剂。
*5%醋酸或去离子水：脱色剂。
*PBS或TPBS：完全脱色剂，脱去条带上的染料以用于后续印记分析。
===实验步骤===
*固定：转膜后，将PVDF/硝酸纤维素膜浸入含5% TCA的溶液中5分钟。
*染色：将膜完全浸没于丽春红染色液中，室温摇床孵育 3-10分钟（视膜厚度调整）。
*脱色：用去离子水或 5%醋酸溶液 漂洗膜3次（每次1分钟），直至背景透明、条带清晰。
*成像：在白光透射扫描仪（波长520-540 nm）下观察，拍照保存结果。
===特点===
*全程仅需10-15分钟，远快于考马斯亮蓝（3小时）和银染（4-6小时）。
*染色后染料可完全洗脱，不干扰抗体结合（对比考马斯亮蓝的永久性染色）。
*适用于PVDF膜、硝酸纤维素膜，支持高盐/去污剂样本（如细胞裂解液），但是不支持尼龙膜，因为尼龙膜带正电会导致背景噪声过大。
*灵敏度较低，检测下限约 250 ng/条带，低于银染和荧光染色。